Относительно недавно наши работы о чумном активаторе плазминогена получили неожиданное развитие. Как установил К. Kuusela [1996], на поверхности таких клеточных структур, как фимбрии и флагеллы кишечной палочки или М-подобные белки ряда грамнегативных и грампозитивных бактерий имеются специфические рецепторы плазминогена. Связывание с этими рецепторами не препятствует активации плазминогена соответствующими активаторами и превращению его в плазмин. Одновременно эти рецепторы связывают ингибитор-2 плазмина и макрогдобулин-2. Данные о том, что расположенный на поверхностях клеточных структур плазмин позволяет бактериям in vitro разрушать внеклеточные матричные структуры и проникать сквозь искусственные мембраны, позволяют рассматривать прокариотические рецепторы плазмингена как новый патогенетический фактор или фактор вирулентности бактерий.

Поскольку фибринолиз, обусловленный чумным микробом, тесно связан с его способностью вызывать также коагуляцию плазмы крови, целесообразно здесь же рассмотреть и этот вопрос.

Впервые способность чумного микроба вызывать свертывание плазмы крови была установлена E. Jawetz и K. Meyer [1944]. По их данным, эта способность Y. pestis выявляется только при использовании плазмы крови кролика и морской свинки.

Так как E. Jawetz и K. Meyer испытывали лишь цитратную плазму, D. M. Eisler [1961; цит. по Домарадскому И. В., 1966] изучил процесс свертывания более подробно. В итоге он установил следующее: 1) авирулентный штамм чумного микроба А1122 свертывал неразведенную плазму крови человека, стабилизированную цитратом или оксалатом, и не вызывал этого эффекта в гепаринизированной плазме; 2) разведенная цитратная плазма (1:10) также подвергается свертыванию, хотя и менее полному и в более поздние сроки, чем неразведенная плазма, в то время как разведенная оксалатная плазма не коагулировала вовсе;3) наибольшей коагулазной активностью отличались культуры чумного микроба, выращенные на сердечно-мозговом бульоне; 4) оптимальной являлась концентрация цитрата, равная 2 мг на 1 мл плазмы; 5) коагулазная активность свойственна только микробным клеткам; в фильтратах бульонных культур она не обнаруживается[16].

Помимо штамма А1122, коагулазная активность была констатирована D. M. Eisler у 23 штаммов чумного микроба, но какой-либо связи её с вирулентностью отметить не удалось.

Поскольку фибринолитическая и плазмокоагулирующая активность чумного микроба направлена на один и тот же субстрат, представлялось интересным исследовать взаимосвязь между этими видами активности у различных штаммов чумного микроба. Для этой цели нами была использована в основном цитратная плазма человека, кролика и морской свинки [Домарадский И. B. и др., 1963б]. Всего для опытов было взято 116 фибринолитически активных и 57 неактивных штаммов чумного микроба различного происхождения, сроков хранения и вирулентности. Результаты наших опытов широко известны. Поэтому останавливаться подробно на них мы не будем. Однако на данных следует заострить внимание.

Прежде всего, важно подчеркнуть, что фибринолитическая активность чумного микроба всегда сопровождается его способностью коагулировать плазму и наоборот. Раньше это было довольно трудно понять, но теперь, спустя годы, объяснение нашлось: ведь тот и другой признак чумного микроба кодируется одним и тем же геном pla плазмиды Pst. Благодаря этому стали понятны еще два факта, а именно причина одновременной утраты обоих признаков и характер связи их с вирулентностью чумного микроба. Более того, сейчас мы уже можем объяснить отсутствие фибринолизин-коагулазной системы у полевочьих штаммов чумного микроба из закавказского высокогорного очага чумы, отличающихся «избирательной вирулентностью».

Данные о том, что ген pla кодирует синтез фибринолизин-коагулазной системы чумного микроба недавно послужил поводом для очень интересной гипотезы. По мнению K. A. McDonough и S. Falkow [1989], продукт гена pla является одним и тем же белком, а появление у него той или иной активности осуществляется на посттрансляционном уровне и зависит от температуры среды: появлению коагулазной активности способствует температура ниже 25 °C, а фибринолитической (выше 30 °C. Авторы не исключают, что альтернативные формы продукта гена pla необходимы микробу для блокообразования у блох, связанного со свертыванием крови, и заражения животных, при котором сгусток должен лизироваться. К сожалению, ни Г. А. Яромюк, ни другим исследователям расшифровать механизм свертывания плазмы чумным микробом не удалось. Сама же Г. А. Яромюк усматривала некоторое сходство между этим процессом и тем, который наблюдается при наличии коагулазопозитивных стафилококков. Если бы это подтвердилось, то можно было бы говорить о чумной коагулазе, как о своего рода активаторе протромбина или аналоге тканевых тромбопластинов.

Наконец, следует подчеркнуть, что фибринолизин-коагулазная система чумного микроба неразрывно связана с его способностью образовывать пестицин 1, что впервые было установлено Е. Г. Кольцовой. Ей же, как указывалось выше, принадлежит заслуга передачи всех трех признаков от чумного микроба кишечной палочке.

При исследовании любого подозрительного материала применяют микроскопию, посевы на питательные среды и постановку биопроб, а для поисков больных чумной грызунов в природе и для ретроспективной диагностики чумы (в том числе у людей) (серологические методы (см. раздел 4.6). Для идентификации применяют разнообразные методы, позволяющие возможно полнее охарактеризовать выделенную культуру.

Микроскопия до сих пор не утратила своей ценности. Во время вспышек среди людей или эпизоотий он часто даёт возможность поставить предварительный диагноз по наличию в мазках биполярно окрашенных микробных клеток (рис. 6 и 7). Для этого лучше всего окрашивать мазки синью Лёффлера или краской Wayson. Очень важно, чтобы мазки готовили и фиксировали как можно быстрее после взятия материала. Иначе биполярная окраска становится менее заметной. Кстати, биполярно окрашиваются клетки не только чумного микроба, но и некоторых других грамотрицательных бактерий, например, Pasteurella multocida [Домарадский И. В., 1971], а потому при массовых исследованиях грызунов и блох на чуму нецелесообразно применять «классическую» микроскопию [Голубинский Е. П. и др., 1989].

Заслуживает внимания флюоресцентно-серологический метод, обладающий высокой чувствительностью, а подчас и специфичностью (особенно в непрямом варианте). Однако для его осуществления необходимы люминесцентный микроскоп и надлежащие диагностикумы. Последние представляют собой меченные флюоресцеин-изотиоционатом натрия кроличьи антитела к капсульному антигену чумного микроба (для прямого варианта) или немеченные антитела к капсульному антигену и меченые антикроличьи иммуноглобулины (для непрямого варианта). Как и при обычной окраске, чумной микроб выявляется в мазках, приготовленных из материала от больных, из органов животных или эктопаразитов, но только результаты при этом оценивают по яркости люминесценции. Специфичным считается свечение с яркостью в 4 или 3 «плюса».

К числу недостатков флюоресцентно-серологического метода следует отнести его ненадежность в случае атипичных штаммов. От этого недостатка A. Phillips и соавт. [1988] пытались избавиться путем замены поликлональных антител моноклональными (в прямом варианте), однако свечение оказалось очень слабым. В то же время П. И. Анисимов и соавт. [1983] утверждают, что моноклональные антитела выявляют только чумной микроб и «не реагируют в рабочем разведении с близкородственными в антигенном отношении бактериями» (даже в прямом варианте).

В настоящее время люминесцентный метод используется лишь в стационарных условиях, когда есть возможность предварительно подращивать уже изолированные культуры при температуре 37 °C, от чего метод теряет «экспрессность» и превращается в один из способов идентификации.